Принадлежность авторов1Сибирский государственный медицинский университет Минздрава России, 634050, г. Томск, Московский тракт, 2
2Сибирский государственный медицинский университет Минздрава России, 634050, г. Томск, Московский тракт, 2
3Сибирский государственный медицинский университет Минздрава России, 634050, г. Томск, Московский тракт, 2
4Сибирский государственный медицинский университет Минздрава России
5Сибирский государственный медицинский университет Минздрава России, 634050, г. Томск, Московский тракт, 2
Цель исследования – установление роли глутатиона и глутаредоксина в регуляции пролиферации клеток эпителия молочной железы линии HBL-100 при индуцированном росковитином окислительном стрессе. Материал и методы. Исследование выполнено с использованием культуры клеток эпителия молочной железы линии HBL-100, инкубируемых в присутствии и в отсутствие росковитина в конечной концентрации 20 мкМ в течение 18 ч. С помощью проточной цитофлуориметрии определяли продукцию активных форм кислорода, распределение клеток по фазам клеточного цикла и количество аннексин-положительных клеток. Концентрацию восстановленного, окисленного глутатиона и SH-групп протеинов определяли спектрофотометрическим методом. Содержание глутаредоксина, циклина Е и циклинзависимых протеинкиназ оценивали с использованием специфических моноклональных антител методом вестерн-блоттинга. Результаты и их обсуждение. Установлено, что под действием росковитина в клетках линии HBL-100 происходила остановка клеточного цикла в фазах G2/М при снижении содержания циклинзависимой протеинкиназы 2, а также активировался окислительный стресс, сопровождающийся повышенной генерацией активных форм кислорода, снижением концентрации восстановленного глутатиона и SH-групп белков. Установлено антипролиферативное действие росковитина,
обусловленное не только воздействием на активность, содержание, конформацию циклинзависимых протеинкиназ, но и изменением соотношения про- и антиоксидантов внутри клетки. Созданная нами модель свободнорадикального окисления позволила установить вклад глутатиона и глутаредоксина в нарушение прогрессии фаз клеточного цикла, указывая на возможность регуляции пролиферации через модуляцию функциональных свойств редокс-зависимых белков клетки при развитии различных патологических процессов, сопровождающихся окислительным стрессом.
1. Дубинина Е.Е. Продукты метаболизма кислорода в функциональной активности клеток (жизнь и смерть, созидание и разрушение). Физиологические и клинико-биохимические аспекты. СПб., 2006. 400 с.
2. Калинина Е.В., Чернов Н.Н., Алеид Р. и др. Современные представления об антиоксидантной роли глутатиона и глутатионзависимых ферментов // В????. ????. 2010. (3). 46?54.
3.естн. РАМН. 2010. (3). 46–54.
3. Меньщикова Е.Б., Зенков Н.К., Ланкин В.З. и д?.р. Окислительный стресс: Патологические состояния и заболевания. Новосибирск, 2008. 284 с.
4. Степовая Е.А., Шахристова Е.В., Рязанцева Н.В. и др. Окислительная модификация белков и система глутатиона при модуляции редокс-статуса клеток эпителия молочной железы // Биомед. химия. 2016. 62. (1). 64–68.
5. Шахристова Е.В., Степовая Е.А., Рязанцева Н.В. и др. Роль редокс-потенциала системы глутатиона в дисрегуляции апоптоза клеток аденокарциномы молочной железы линии МСF-7 // Бюл. эксперим. биологии и медицины. 2015. 160. (9). 351–354.
6. Bradford M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. 7. (1, 2). 248–254.
7. Cappellini A., Chiarini F., Ognibene A. et al. The cyclin-dependent kinase inhibitor roscovitine and the nucleoside analog sangivamycininduce apoptosis in caspase-3 deficient breast cancer cells independent of caspase mediated P-glycoprotein cleavage: implications for therapy of drug resistant breast cancers // Cell Cycle. 2009. 8. (9). 1421–1425.
8. Halliwell B., Whiteman M. Measuring reactive species and oxidative damage in vivo and in cell culture: how should you do it and what do the results mean? // Br. J. Pharmacol. 2004. 142. (2). 231–255.
9. Lu J., Holmgren A. The thioredoxin antioxidant system // Free Radic. Biol. Med. 2014. 66. 75–87.
10. Murphy M.P., Holmgren A., Larsson N.G. et al. Unraveling the biological roles of reactive oxygen species // Cell Metab. 2011. 13. (4). 361–366.
11. Rahman I., Kode A., Biswas S.K. Assay for quantitative determination of glutathione and glutathione disulfide levels using enzymatic recycling method // Nat. Protoc. 2006. 1. (6). 3159–3165.
12. Rajnai Z., Méhn D., Beéry E., et al. ATP-binding cassette B1 transports seliciclib (R-roscovitine), a cyclin-dependent kinase inhibitor // Drug Metab. Dispos. 2010. 38. (11). 2000–2006.
13. Ray P.D., Huang B.W., Tsuji Y. Reactive oxygen species (ROS) homeostasis and redox regulation in cellular signaling // Cell Signal. 2012. 24. (5). 981–990.
14. Shan W., Zhong W., Zhao R. et al. Thioredoxin 1 as a subcellular biomarker of redox imbalance in human prostate cancer progression // Free Radic. Biol. Med. 2010. 49. (12). 2078–2087.
15. Wang J., Boja E.S., Tan W. et al. Reversible glutathionylation regulates actin polymerization in A431 cells // J. Biol. Chem. 2001. 276. (51). 47763–47766.
